Przejdź do głównej treści

Widok zawartości stron Widok zawartości stron

Widok zawartości stron Widok zawartości stron

Laboratorium Fotobiologii

 

 

Łabuz Justyna, dr, kierownik grupy, justyna.sojka@uj.edu.pl, (+48 12) 664 6109

 

 

 

 

 

 

Łabuz Justyna, dr, kierownik grupy, justyna.sojka@uj.edu.pl, (+48 12) 664 6109
Hermanowicz Paweł, dr, pawel.hermanowicz@uj.edu.pl, (+48 12) 664 6109
Lasok Hanna, dr, hanna.lasok@uj.edu.pl, (+48 12) 664 6109
Kozłowska Anna, mgr inż., anna.1.kozlowska@uj.edu.pl, (+48 12) 664 6109
Aleksandra Giza, mgr, a.giza@doctoral.uj.edu.pl, (+48 12) 664 6109

Obszar badań

Głównym obszarem badań grupy jest fotobiologia, w szczególności wpływ światła niebieskiego na funkcjonowanie roślin.
Pierwszym temat badawczy dotyczy fototropin. Są to fotoreceptory światła UVA/niebieskiego, które regulują procesy związane z optymalizacją fotosyntezy. Obejmują one ruchy chloroplastów, fototropizm, otwieranie aparatów szparkowych, pozycjonowanie i kształtowanie liści. Fototropiny zawierają dwa chromofory. Są to mononukleotydy flawinowe związane z domenami LOV (Light, Oxygen and Voltage) w N-końcowej części białka. Na C-końcu znajduje się domena kinazy Ser/Thr. W genomie rośliny modelowej Arabidopsis thaliana znajdują się dwa geny fototropin (fototropina1 i fototropina2). Fotoreceptory te charakteryzują się funkcjonalną redundancją, jednakże niektóre procesy są kontrolowane wyłącznie przez jedną fototropinę. W przypadku ruchów chloroplastów, reakcja akumulacji w słabym świetle jest kontrolowana przez phot1 i phot2. Pełna reakcja ucieczki chloroplastów przy wysokich natężeniach światła zależy od fototropiny2.
Fig 1. Chloroplastowa lokalizacja domniemanej fotoliazy.Fig 1. Chloroplastowa lokalizacja domniemanej fotoliazy.
 
 
 
 
 
 
 
 
Fototropina1 wywołuje szczątkową reakcję ucieczki w tych warunkach. W zależności od intensywności światła, fototropiny są zatem w stanie przełączać szlaki sygnalizacji wewnątrzkomórkowej. Regulacja ekspresji tych fotoreceptorów jest także różna. Pod wpływem światła poziom fototropiny1 ulega obniżeniu, natomiast poziom fototropiny2 wzrasta. Fototropiny mogą tworzyć homo- i heterodimery. Oligomeryzacja tych fotoreceptorów zmienia ich przekaz sygnału. Fizjologiczne znaczenie regulacji ekspresji i aktywności fototropin pozostaje wciąż słabo zrozumiane. Nieznane są molekularne mechanizmy leżące u podstaw przełączenia pomiędzy ścieżkami przekazu sygnału podczas ruchów chloroplastów. U podstaw tego procesu mogą leżeć różnice w strukturach phot1 i phot2. Możliwe też, że inne elementy szlaku sygnałowego: białka fosforylowane przez fototropiny lub wtórne przekaźniki sygnału, takie jak fosfatydyloinozytole, są odpowiedzialne za obserwowane zmiany. Obecnie badamy mechanizmy odpowiedzialne za regulację ekspresji i aktywności fototropin przez światło w Arabidopsis thaliana. Pracujemy nad molekularnymi aspektami funkcjonowania tych fotoreceptorów, aby określić, w jaki sposób fototropiny kontrolują ruchy chloroplastów. Innym obszarem badań są modyfikacje potranslacyjne (sumoilacja, ubikwitynacja, fosforylacja) tych fotoreceptorów. Charakteryzujemy także istotne z punktu widzenia ekologicznego aspekty ruchów chloroplastów, takie jak wpływ promieniowania UV-B.
Fig 2. Jądrowa lokalizacja UVR3.Fig 2. Jądrowa lokalizacja UVR3.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Drugi obszar badań stanowią fotoliazy roślinne. Fotoliazy zaangażowane są w bezpośrednią naprawę dimerów pirymidynowych powstałych na skutek działania promieniowania UVB. Reakcja ta, zwana fotoreaktywacją, indukowana jest przez światło niebieskie/UVA. Grupa badawcza zajmuje się badaniem lokalizacji subkomórkowej znanych i domniemanych fotoliaz Arabidopsis, stosując białka fuzyjne z białkami fluorescencyjnymi. Wpływ światła widzialnego i UV jest analizowany w kontekście ekspresji i aktywności tych genów.
Fig 3. Podbłonowa lokalizacja fototropiny2.Fig 3. Podbłonowa lokalizacja fototropiny2.
 
 
 
 
 
 
 
 
Trzecim z realizowanych tematów jest rozwój oprogramowania do analizy pomiarów AFM. AtomicJ, stworzony i aktywnie rozwijany przez P. Hermanowicza, jest programem do analizy obrazów i krzywych siła-odległość, zarejestrowanych za pomocą Mikroskopu Sił Atomowych (AFM). Umożliwia on współbieżne przetwarzanie pomiarów, tworzenie map właściwości mechanicznych próbki, w szczególności map modułu Younga, sił adhezji, głębokości deformacji, wysokości próbki i odkształcenia. AtomicJ pozwala na stosowanie szeregu modeli kontaktu ostrza AFM z próbką, uwzględniających niedoskonałości w kształcie ostrza, skończoną grubość próbki, obecność sił adhezyji czy hipersprężyste własności materiału. AtomicJ jest udostępniany jest poprzez SourceForge, wraz z kodem źródłowym, na licencji GPL.
Fig 4. Interfejs graficzny programu AtomicJ - okno dialogowe z mapami parametrów mechanicznych próbki.Fig 4. Interfejs graficzny programu AtomicJ - okno dialogowe z mapami parametrów mechanicznych próbki.

Plany na przyszłość

• Chcemy zrozumieć molekularne podstawy ścieżek przekazu sygnału prowadzących od fototropin do ruchów chloroplastów.
• Scharakteryzujemy znane i domniemane fotoliazy Arabidopsis thaliana pod względem fotoreaktywacji, lokalizacji i reakcji roślin na stresy abiotyczne.

Granty

2015 – 2018 – SONATA8, NCN, UMO-2014/15/D/NZ2/02306 “Light regulation of phototropin expression in Arabidopsis thaliana”, principle investigator: Justyna Łabuz
2017 – 2022 – SONATA BIS6, NCN, UMO-2016/22/E/NZ3/00326, „ Arabidopsis photolyases: the role of post-transcriptional and post-translational modifications, influence on DNA repair, chloroplast functioning and plant responses to abiotic stresses.” principle investigator: Agnieszka Katarzyna Banaś
2018 – 2021 – OPUS 13, 2017/25/B/NZ3/01080 from the National Science Centre (Poland) “Dissecting the molecular basis of phototropin signaling to chloroplast movements in Arabidopsis thaliana”, principle investigator: Justyna Łabuz

Publikacje.

•    Hermanowicz P, Banaś AK,. Sztatelman O, Gabryś H, Łabuz J. 2019. UV-B Induces Chloroplast Movements in a Phototropin-Dependent Manner. Frontiers in Plant Science, https://doi.org/10.3389/fpls.2019.01279
•    Eckstein A, Grzyb J, Hermanowicz P, Łabuz J, Banaś AK. 2019. A role for GLABRA1 in dark-induced senescence. Acta Biochimica Polonica, 66, 243–248.
•    Hart JE, Sullivan S, Hermanowicz P, Petersen J, Diaz-Ramos LA, Hoey DJ, Łabuz J, Christie JM. 2019. Engineering the phototropin photocycle improves photoreceptor performance and plant biomass production. PNAS, 116, 12550-12557.
•    Robson TM, Aphalo PJ, Banaś AK, Barnes PW, Brelsford CC, Jenkins GI, Kotilainen TK, Łabuz J, Martínez-Abaigar J, Morales LO, Neugart S, Pieristè M, Rai N, Vandenbussche F, Jansen MAK. 2019. A perspective on ecologically relevant plant-UV research and its practical application. Photochemical and Photobiological Sciences, 18, 970-988.
•    Kowalska E, Bartnicki F, Fujisawa R, Bonarek P, Hermanowicz P, Tsurimoto T, Muszynska K, Strzalka W. 2018. Inhibition of DNA replication by an anti-PCNA aptamer/PCNA complex. Nucleic Acids Research, 46, 25-41.
•    Grzyb J, Gieczewska K, Łabuz J, Sztatelman O. 2018. Detailed characterization of Synechocystis PCC 6803 ferredoxin:NADP+ oxidoreductase interaction with model membranes. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes, 1860, 281-291.
•    Banaś AK, Hermanowicz P, Sztatelman O, Łabuz J, Aggarwal Ch, Zgłobicki P, Jagiełło-Flasińska D, Strzałka W. 2018. 6,4 - PP Photolyase Encoded by AtUVR3 is Localized in Nuclei, Chloroplasts and Mitochondria and Its Expression is Down-Regulated by Light in a Photosynthesis-Dependent Manner. Plant and Cell Physiology, 59, 44–57.
•    Gabryś H, Banaś AK, Hermanowicz P, Krzeszowiec W, Leśniewski S, Łabuz J, Sztatelman O. 2017. Photometric Assays for Chloroplast Movement Responses to Blue Light. Bio-protocol, 7:e2310.
•    Sztatelman O, Łabuz J, Hermanowicz P, Banaś AK, Bażant A, Zgłobicki P, Aggarwal C, Nadzieja M, Krzeszowiec W, Strzałka W, Gabryś H 2016. Fine tuning chloroplast movements through physical interactions between phototropins. Journal of Experimental Botany, 67, 4963-4978.
•    Łabuz J, Samardakiewicz S, Hermanowicz P, Wyroba E, Pilarska M, Gabryś H 2016. Blue light-dependent changes in loosely bound calcium in Arabidopsis mesophyll cells: an X-ray microanalysis study. Journal of Experimental Botany, 67, 3953-3964.