Przejdź do głównej treści

Widok zawartości stron Widok zawartości stron

Widok zawartości stron Widok zawartości stron

Pracownia Proteolizy i Modyfikacji Posttranslacyjnej Białek

Kierownik grupy 
dr Tomasz Kantyka
email: tomasz.kantyka@uj.edu.pl

Tematyka badawcza
Nasze zainteresowania badawcze skupiają się na modyfikacjach posttranslacyjnych białek i peptydów, do jakich dochodzi podczas rozwoju chorób o podłożu infekcyjnym, zapalnym czy cywilizacyjnym. Podstawą naszych badań jest zjawisko powstawania modyfikacji posttranslacyjnych, które wpływają na strukturę i funkcje biologiczne białek i peptydów. Ich priorytetem jest wykazanie znaczenia biologicznego takich modyfikacji i osadzenie ich w kontekście patofizjologicznym, opisując nowe mechanizmy powstawania chorób oraz identyfikując nowe cele potencjalnych terapii. Badania naszej grupy mają charakter nauk podstawowych, jednak zawsze istotne jest dla nas znaczenie fizjologiczne opisywanych zjawisk oraz przyszłe zastosowania w medycynie translacyjnej.

Nasze badania prowadzone są równolegle przez trzy współpracujące i wzajemnie się uzupełniające podgrupy, które koncentrują się na:

• Proteazy ludzkie w regulacji funkcji komórek 

Badania oparte są na analizie wpływu ludzkich enzymów – kallikrein i metalloproteaz na funkcjonowanie komórek i tkanek, rozwój i przebieg reakcji zapalnej oraz infekcji bakteryjnych. Skupiamy się na tkance nabłonkowej, która stanowi podstawową i prawdopodobnie najistotniejszą, barierę obrony organizmu przed wpływem potencjalnie szkodliwych czynników zewnętrznych. Nasze analizy dotyczą molekularnych mechanizmów uczestnictwa proteaz i przeprowadzających modyfikacje potranslacyjne enzymów w przebiegu procesów takich jak infekcje, gojenie ran, czy patogenezie i rozwoju przewlekłych stanów zapalnych i otyłości. Liderem grupy badawczej jest dr Tomasz Kantyka, w całości zaangażowany w ramach Małopolskiego Centrum Biotechnologii UJ.


• Proteazy i czynniki wirulencji bakterii 

Głównym celem badawczym grupy jest identyfikacja czynników wirulencji bakterii chorób przyzębia i mechanizmów ich aktywacji. Badania obejmują analizę systemów sekrecji, aktywności poszczególnych enzymów i inhibitorów, opis nowych czynników wirulencji, jak i ich wpływ na rozwój chorób systemowych, takich jak reumatoidalne zapalenie stawów, COPD, arterioskleroza, zachłystowe zapalenie płuc, zespół Sjogren’a i inne. Prace badawcze posiadają szeroki charakter i obejmują analizy genetyczne, badanie aktywności izolowanych czynników wirulencji oraz ich rolę w wywoływaniu infekcji w modelach zwierzęcych. Liderem grupy jest prof. dr hab. Jan Potempa, który prowadzi równolegle badania na Wydziale Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii UJ, w Małopolskim Centrum Biotechnologii UJ oraz na Uniwersytecie Louisville, Kentucky, USA.


• Modyfikacje posttranslacyjne w chorobach o podłożu zapalnym 

Grupa prowadzi badania funkcji peptydów i białek zmodyfikowanych w wyniku reakcji zapalnej towarzyszącej chorobom takim jak reumatoidalne zapalenie stawów, paradontoza, zachłystowe zapalenie płuc czy zespół Sjögrena. Cele badawcze koncentrują się na opisie wpływu cytrulinacji i karbamylacji na działanie mechanizmów ludzkiego układu odporności, obejmujących peptydy antybakteryjne, kaskady proteolityczne, przeciwciała czy składniki macierzy zewnątrzkomórkowej, w kontekście rozwoju stanów patologicznych. Oprócz badań o charakterze podstawowym, zainteresowania grupy obejmują również analizę i identyfikację wczesnych biomarkerów chorób, które umożliwią ich wykrycie na etapie przedklinicznym. Grupę prowadzi dr hab. Piotr Mydel, który kieruje badaniami w Małopolskim Centrum Biotechnologii UJ i na Uniwersytecie Bergen w Norwegii.

Techniki badawcze i specjalistyczna aparatura

Jako całość, grupa badawcza posiada szerokie doświadczenie w technikach ekspresji i oczyszczania rekombinantowych natywnych ludzkich oraz bakteryjnych białek, charakterystyki ich właściwości biochemicznych, identyfikacji modyfikacji potranslacyjnych, a także ich wpływu na funkcje biologiczne. Podstawę wyposażenia laboratorium stanowi kilka systemów chromatograficznych do pracy w warunkach FPLC i HPLC, Seismos NT.X, który umożliwia oznaczanie kinetyki wiązania i zmian konformacyjnych wykorzystując zjawisko SAW (ang. surface acoustic wave) oraz aparaty do termoforezy MST - Monolith NT.115 i MonolithNT.FreeLabel. 
Nasze prace badawcze prowadzimy przy współpracy grup lokalnych z Wydziału Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii, Collegium Medicum UJ i Instytutu Farmakologii PAN, innych ośrodków polskich (Politechnika Wrocławska, Uniwersytet Gdański) oraz szeregu partnerów zagranicznych, akademickich (Brema, Barcelona, Aarhus, Brno i wiele innych) oraz wdrożeniowych (Cortexyme Inc, USA i Frauenhofer Institute, Germany), tworząc prawdziwie multidyscyplinarną, międzynarodową i ambitną grupę badawczą, zdolną do podjęcia zaawansowanych projektów badawczych. 

 

Granty badawcze: 
prof. dr hab. Jan Potempa 
OPUS 11 : "Charakterystyka struktury i funkcji nowoodkrytych, unikatowych inhibitorów proteaz" 
SYMFONIA 1: "Zewnątrzkomórkowa aktywność proteolityczna ludzkiego epitelium - rola w modulacji przekazu sygnału w obrębie nabłonka"

dr Tomasz Kantyka 
SONATA BIS: "Obróbka i posttranslacyjne modyfikacje ghreliny - peptydu modyfikującego apetyt, jako mechanizm łączący przewlekły stan zapalny, chroniczne infekcje bakteryjne i rozwój otyłości" 

dr hab. Piotr Mydel
SONATA BIS: "Karbamylacja białek jako modulator odpowiedzi immunologicznej"
OPUS 12: "Aktywność i interakcje deiminazy peptydyloargininy (PAD) jako czynnik ryzyka i biomarker w reumatoidalnym zapaleniu stawów"

dr Mirosław Książek 
OPUS 9 : "Wgląd w biochemię, strukturę, ewolucję i biologię bakteryjnych serpin na przykładzie miropiny z ludzkiego patogenu Tannerella forsythia”

mgr Mariusz Madej
PRELUDIUM 10: „Rola białek PorX i PorY w regulacji ekspresji białek odpowiedzialnych za wydzielanie głównych czynników wirulencji bakterii Porphyromonas gingivalis”

mgr Katherine Falkowski
PRELUDIUM 12: „Badanie roli ludzkich kalikrein w regulacji aktywności metaloproteinaz macierzy zewnątrzkomórkowej”

dr Dominika Staniec
PRELUDIUM 13: „Strukturalna i funkcjonalna charakterystyka kalpaino-podobnej peptydazy Tpr ważnego czynnika wirulencji Porphyromonas gingivalis”

Łączna liczba publikacji z lat 2013-2018: 424

Publikacje z lat 2014-2018:

1.        Bochtler, M. et al. The Bacteroidetes Q-Rule: Pyroglutamate in Signal Peptidase I Substrates. Front. Microbiol. 9, 230 (2018).

2.        Chaiyarit, P. et al. Proteolytic effects of gingipains on trefoil factor family peptides. Clin. Oral Investig. 22, 1009–1018 (2018).

3.        Wong, A. et al. A Novel Biological Role for Peptidyl-Arginine Deiminases: Citrullination of Cathelicidin LL-37 Controls the Immunostimulatory Potential of Cell-Free DNA. J. Immunol. 200, 2327–2340 (2018).

4.        Stach, N. et al. Unique Substrate Specificity of SplE Serine Protease from Staphylococcus aureus. Structure 26, 572–579.e4 (2018).

5.        Karkowska-Kuleta, J. et al. The activity of bacterial peptidylarginine deiminase is important during formation of dual-species biofilm by periodontal pathogen Porphyromonas gingivalis and opportunistic fungus Candida albicans. Pathog. Dis. (2018). doi:10.1093/femspd/fty033

6.        Grabiec, A. M. et al. Epigenetic regulation in bacterial infections: targeting histone deacetylases. Crit. Rev. Microbiol. 44, 336–350 (2018).

7.        Eckert, M. et al. In vivo expression of proteases and protease inhibitor, a serpin, by periodontal pathogens at teeth and implants. Mol. Oral Microbiol. 33, 240–248 (2018).

8.        Binder, V. et al. Impact of fibrinogen carbamylation on fibrin clot formation and stability. Thromb. Haemost. 117, 899–910 (2017).

9.        Jentsch, H. F. R. et al. Salivary, gingival crevicular fluid and serum levels of ghrelin and chemerin in patients with periodontitis and overweight. J. Periodontal Res. 52, 1050–1057 (2017).

10.      Koneru, L. et al. Mirolysin, a LysargiNase from Tannerella forsythia, proteolytically inactivates the human cathelicidin, LL-37. Biol. Chem. 398, (2017).

11.      Naylor, K. L. et al. Role of OmpA2 surface regions of Porphyromonas gingivalis in host-pathogen interactions with oral epithelial cells. Microbiologyopen 6, e00401 (2017).

12.      Kariu, T. et al. Inhibition of gingipains and Porphyromonas gingivalis growth and biofilm formation by prenyl flavonoids. J. Periodontal Res. 52, 89–96 (2017).

13.      Godlewska, U. et al. Antimicrobial and Attractant Roles for Chemerin in the Oral Cavity during Inflammatory Gum Disease. Front. Immunol. 8, 353 (2017).

14.      Wilensky, A. et al. Vaccination with recombinant RgpA peptide protects against Porphyromonas gingivalis -induced bone loss. J. Periodontal Res. 52, 285–291 (2017).

15.      Pomowski, A. et al. Structural insights unravel the zymogenic mechanism of the virulence factor gingipain K from Porphyromonas gingivalis , a causative agent of gum disease from the human oral microbiome. J. Biol. Chem. 292, 5724–5735 (2017).

16.      Glowczyk, I. et al. Inactive Gingipains from P. gingivalis Selectively Skews T Cells toward a Th17 Phenotype in an IL-6 Dependent Manner. Front. Cell. Infect. Microbiol. 7, 140 (2017).

17.      Sochalska, M. et al. Manipulation of Neutrophils by Porphyromonas gingivalis in the Development of Periodontitis. Front. Cell. Infect. Microbiol. 7, 197 (2017).

18.      Lasica, A. M. et al. The Type IX Secretion System (T9SS): Highlights and Recent Insights into Its Structure and Function. Front. Cell. Infect. Microbiol. 7, 215 (2017).

19.      Goulas, T. et al. A structure-derived snap-trap mechanism of a multispecific serpin from the dysbiotic human oral microbiome. J. Biol. Chem. 292, 10883–10898 (2017).

20.      Steiger, S. et al. Immunomodulatory Molecule IRAK-M Balances Macrophage Polarization and Determines Macrophage Responses during Renal Fibrosis. J. Immunol. 199, 1440–1452 (2017).

21.      Sonesson, A. et al. Identification of bacterial biofilm and the Staphylococcus aureus derived protease, staphopain, on the skin surface of patients with atopic dermatitis. Sci. Rep. 7, 8689 (2017).

22.      Miller, D. P. et al. Genes Contributing to Porphyromonas gingivalis Fitness in Abscess and Epithelial Cell Colonization Environments. Front. Cell. Infect. Microbiol. 7, 378 (2017).

23.      Gawron, K. et al. Analysis of mutations in the SOS-1 gene in two Polish families with hereditary gingival fibromatosis. Oral Dis. 23, 983–989 (2017).

24.      Potempa, J. et al. The case for periodontitis in the pathogenesis of rheumatoid arthritis. Nat. Rev. Rheumatol. 13, 606–620 (2017).

25.      Wichert, R. et al. Mucus Detachment by Host Metalloprotease Meprin β Requires Shedding of Its Inactive Pro-form, which Is Abrogated by the Pathogenic Protease RgpB. Cell Rep. 21, 2090–2103 (2017).

26.      Schwenzer, A. et al. Association of Distinct Fine Specificities of Anti−Citrullinated Peptide Antibodies With Elevated Immune Responses to Prevotella intermedia in a Subgroup of Patients With Rheumatoid Arthritis and Periodontitis. Arthritis Rheumatol. 69, 2303–2313 (2017).

27.      Eriksson, K. et al. Effects by periodontitis on pristane-induced arthritis in rats. J. Transl. Med. 14, 311 (2016).

28.      Stanford, S. M. et al. Receptor Protein Tyrosine Phosphatase α-Mediated Enhancement of Rheumatoid Synovial Fibroblast Signaling and Promotion of Arthritis in Mice. Arthritis Rheumatol. 68, 359–369 (2016).

29.      Nepal, C. et al. Transcriptional, post-transcriptional and chromatin-associated regulation of pri-miRNAs, pre-miRNAs and moRNAs. Nucleic Acids Res. 44, 3070–3081 (2016).

30.      Delaleu, N. et al. Sjögren’s syndrome patients with ectopic germinal centers present with a distinct salivary proteome. Rheumatology 55, 1127–1137 (2016).

31.      Bergum, B. et al. Antibodies against carbamylated proteins are present in primary Sjögren’s syndrome and are associated with disease severity. Ann. Rheum. Dis. 75, 1494–1500 (2016).

32.      Hellvard, A. et al. Inhibition of CDK9 as a therapeutic strategy for inflammatory arthritis. Sci. Rep. 6, 31441 (2016).

33.      Siddiqui, H. et al. Microbiological and bioinformatics analysis of primary Sjogren’s syndrome patients with normal salivation. J. Oral Microbiol. 8, 31119 (2016).

34.      Sandal, I. et al. Bone loss and aggravated autoimmune arthritis in HLA-DRβ1-bearing humanized mice following oral challenge with Porphyromonas gingivalis. Arthritis Res. Ther. 18, 249 (2016).

35.      Benedyk, M. et al. Gingipains: Critical Factors in the Development of Aspiration Pneumonia Caused by Porphyromonas gingivalis. J. Innate Immun. 8, 185–198 (2016).

36.      Dobosz, E. et al. MCPIP-1, Alias Regnase-1, Controls Epithelial Inflammation by Posttranscriptional Regulation of IL-8 Production. J. Innate Immun. 8, 564–578 (2016).

37.      Gao, S. et al. Presence of Porphyromonas gingivalis in esophagus and its association with the clinicopathological characteristics and survival in patients with esophageal cancer. Infect. Agent. Cancer 11, 3 (2016).

38.      Gawron, K. et al. Gingival fibromatosis: clinical, molecular and therapeutic issues. Orphanet J. Rare Dis. 11, 9 (2016).

39.      Kalinska, M. et al. Kallikreins – The melting pot of activity and function. Biochimie 122, 270–282 (2016).

40.      Kharlamova, N. et al. Antibodies to Porphyromonas gingivalis Indicate Interaction Between Oral Infection, Smoking, and Risk Genes in Rheumatoid Arthritis Etiology. Arthritis Rheumatol. 68, 604–613 (2016).

41.      de Diego, I. et al. The outer-membrane export signal of Porphyromonas gingivalis type IX secretion system (T9SS) is a conserved C-terminal β-sandwich domain. Sci. Rep. 6, 23123 (2016).

42.      Koro, C. et al. Carbamylated LL-37 as a modulator of the immune response. Innate Immun. 22, 218–229 (2016).

43.      Laugisch, O. et al. Citrullination in the periodontium—a possible link between periodontitis and rheumatoid arthritis. Clin. Oral Investig. 20, 675–683 (2016).

44.      Plaza, K. et al. Gingipains of Porphyromonas gingivalis Affect the Stability and Function of Serine Protease Inhibitor of Kazal-type 6 (SPINK6), a Tissue Inhibitor of Human Kallikreins. J. Biol. Chem. 291, 18753–18764 (2016).

45.      Johansson, L. et al. Concentration of antibodies against Porphyromonas gingivalis is increased before the onset of symptoms of rheumatoid arthritis. Arthritis Res. Ther. 18, 201 (2016).

46.      Gawron, K. et al. Gingival fibromatosis with significant de novo formation of fibrotic tissue and a high rate of recurrence. Am. J. Case Rep. 17, 671–675 (2016).

47.      Jusko, M. et al. FACIN, a Double-Edged Sword of the Emerging Periodontal Pathogen Filifactor alocis : A Metabolic Enzyme Moonlighting as a Complement Inhibitor. J. Immunol. 197, 3245–3259 (2016).

48.      Widziolek, M. et al. Zebrafish as a new model to study effects of periodontal pathogens on cardiovascular diseases. Sci. Rep. 6, 36023 (2016).

49.      Lasica, A. M. et al. Structural and functional probing of PorZ, an essential bacterial surface component of the type-IX secretion system of human oral-microbiomic Porphyromonas gingivalis. Sci. Rep. 6, 37708 (2016).

50.      Goulas, T. et al. Structure of RagB, a major immunodominant outer-membrane surface receptor antigen of Porphyromonas gingivalis. Mol. Oral Microbiol. 31, 472–485 (2016).

51.      Surmiak, E. et al. A Unique Mdm2-Binding Mode of the 3-Pyrrolin-2-one- and 2-Furanone-Based Antagonists of the p53-Mdm2 Interaction. ACS Chem. Biol. 11, 3310–3318 (2016).

52.      Balarini, G. M. et al. Serum calprotectin is a biomarker of carotid atherosclerosis in patients with primary Sjögren’s syndrome. Clin. Exp. Rheumatol. 34, 1006–1012 (2016).

53.      Valim, V. et al. Atherosclerosis in Sjögren’s syndrome: evidence, possible mechanisms and knowledge gaps. Clin. Exp. Rheumatol. 34, 133–42 (2016).

54.      Delaleu, N. et al. High Fidelity Between Saliva Proteomics and the Biologic State of Salivary Glands Defines Biomarker Signatures for Primary Sjögren’s Syndrome. Arthritis Rheumatol. 67, 1084–1095 (2015).

55.      Koziel, J. et al. The Janus Face of a-Toxin: A Potent Mediator of Cytoprotection in Staphylococci-Infected Macrophages. J. Innate Immun. 7, 187–198 (2015).

56.      Ksiazek, M. et al. Miropin, a Novel Bacterial Serpin from the Periodontopathogen Tannerella forsythia , Inhibits a Broad Range of Proteases by Using Different Peptide Bonds within the Reactive Center Loop. J. Biol. Chem. 290, 658–670 (2015).

57.      Tancharoen, S. et al. Cleavage of Host Cytokeratin-6 by Lysine-Specific Gingipain Induces Gingival Inflammation in Periodontitis Patients. PLoS One 10, e0117775 (2015).

58.      Zuwała, K. et al. The Nucleocapsid Protein of Human Coronavirus NL63. PLoS One 10, e0117833 (2015).

59.      López-Pelegrín, M. et al. A Novel Mechanism of Latency in Matrix Metalloproteinases. J. Biol. Chem. 290, 4728–4740 (2015).

60.      Benedyk, M. et al. Pyocycanin, a Contributory Factor in Haem Acquisition and Virulence Enhancement of Porphyromonas gingivalis in the Lung. PLoS One 10, e0118319 (2015).

61.      Ksiazek, M. et al. Mirolase, a novel subtilisin-like serine protease from the periodontopathogen Tannerella forsythia. Biol. Chem. 396, 261–75 (2015).

62.      Veillard, F. et al. Purification and characterisation of recombinant His-tagged RgpB gingipain from Porphymonas gingivalis. Biol. Chem. 396, 377–84 (2015).

63.      Ksiazek, M. et al. KLIKK proteases of Tannerella forsythia: putative virulence factors with a unique domain structure. Front. Microbiol. 6, 312 (2015).

64.      Goulas, T. et al. Structure and mechanism of a bacterial host-protein citrullinating virulence factor, Porphyromonas gingivalis peptidylarginine deiminase. Sci. Rep. 5, 11969 (2015).

65.      Burmistrz, M. et al. Functional Analysis of Porphyromonas gingivalis W83 CRISPR-Cas Systems. J. Bacteriol. 197, 2631–2641 (2015).

66.      Zhou, Y. et al. Noncanonical Activation of β-Catenin by Porphyromonas gingivalis. Infect. Immun. 83, 3195–3203 (2015).

67.      Jusko, M. et al. A Metalloproteinase Mirolysin of Tannerella forsythia Inhibits All Pathways of the Complement System. J. Immunol. 195, 2231–2240 (2015).

68.      Ramos-Junior, E. S. et al. A Dual Role for P2X7 Receptor during Porphyromonas gingivalis Infection. J. Dent. Res. 94, 1233–1242 (2015).

69.      Byrne, D. P. et al. Breakdown of albumin and haemalbumin by the cysteine protease interpain A, an albuminase of Prevotella intermedia. BMC Microbiol. 15, 185 (2015).

70.      Fisher, B. A. et al. Smoking, Porphyromonas gingivalis and the immune response to citrullinated autoantigens before the clinical onset of rheumatoid arthritis in a Southern European nested case–control study. BMC Musculoskelet. Disord. 16, 331 (2015).

71.      Staniec, D. et al. Calcium Regulates the Activity and Structural Stability of Tpr, a Bacterial Calpain-like Peptidase. J. Biol. Chem. 290, 27248–27260 (2015).

72.      Fischer, J. et al. Characterization of Spink6 in Mouse Skin: The Conserved Inhibitor of Kallikrein-Related Peptidases Is Reduced by Barrier Injury. J. Invest. Dermatol. 134, 1305–1312 (2014).

73.      Jusko, M. et al. Staphylococcal Proteases Aid in Evasion of the Human Complement System. J. Innate Immun. 6, 31–46 (2014).

74.      Morandini, A. C. et al. Porphyromonas gingivalis Fimbriae Dampen P2X7-Dependent Interleukin-1β Secretion. J. Innate Immun. 6, 831–845 (2014).

75.      Quirke, A.-M. et al. Heightened immune response to autocitrullinated Porphyromonas gingivalis peptidylarginine deiminase: a potential mechanism for breaching immunologic tolerance in rheumatoid arthritis. Ann. Rheum. Dis. 73, 263–269 (2014).

76.      Burchacka, E. et al. Development and binding characteristics of phosphonate inhibitors of SplA protease from Staphylococcus aureus. Protein Sci. 23, 179–189 (2014).

77.      Wang, Q. et al. Filifactor alocis Infection and Inflammatory Responses in the Mouse Subcutaneous Chamber Model. Infect. Immun. 82, 1205–1212 (2014).

78.      Pustelny, K. et al. Staphylococcal SplB Serine Protease Utilizes a Novel Molecular Mechanism of Activation. J. Biol. Chem. 289, 15544–15553 (2014).

79.      Akiyama, T. et al. Porphyromonas gingivalis -derived Lysine Gingipain Enhances Osteoclast Differentiation Induced by Tumor Necrosis Factor-α and Interleukin-1β but Suppresses That by Interleukin-17A. J. Biol. Chem. 289, 15621–15630 (2014).

80.      Koziel, J. et al. Citrullination Alters Immunomodulatory Function of LL-37 Essential for Prevention of Endotoxin-Induced Sepsis. J. Immunol. 192, 5363–5372 (2014).

81.      Moelants, E. A. V. et al. Citrullination and Proteolytic Processing of Chemokines by Porphyromonas gingivalis. Infect. Immun. 82, 2511–2519 (2014).

82.      Gawron, K. et al. In vitro testing the potential of a novel chimeric IgG variant for inhibiting collagen fibrils formation in recurrent hereditary gingival fibromatosis: chimeric antibody in a gingival model. J. Physiol. Pharmacol. 65, 585–91 (2014).

83.      Olsen, I. et al. Strategies for the inhibition of gingipains for the potential treatment of periodontitis and associated systemic diseases. J. Oral Microbiol. 6, 24800 (2014).

84.      Florek, D. et al. Stability of infectious human coronavirus NL63. J. Virol. Methods 205, 87–90 (2014).

85.      Siddiqui, H. et al. Genome Sequence of Porphyromonas gingivalis Strain HG66 (DSM 28984). Genome Announc. 2, e00947-14-e00947-14 (2014).

86.      Eick, S. et al. Lack of cathelicidin processing in Papillon-Lefèvre syndrome patients reveals essential role of LL-37 in periodontal homeostasis. Orphanet J. Rare Dis. 9, 148 (2014).

87.      Milewska, A. et al. Human Coronavirus NL63 Utilizes Heparan Sulfate Proteoglycans for Attachment to Target Cells. J. Virol. 88, 13221–13230 (2014).

88.      Koro, C. et al. Carbamylation of immunoglobulin abrogates activation of the classical complement pathway. Eur. J. Immunol. 44, 3403–3412 (2014).

89.      de Diego, I. et al. Structure and Mechanism of Cysteine Peptidase Gingipain K (Kgp), a Major Virulence Factor of Porphyromonas gingivalis in Periodontitis. J. Biol. Chem. 289, 32291–32302 (2014).

90.      Bielecka, E. et al. Peptidyl Arginine Deiminase from Porphyromonas gingivalis Abolishes Anaphylatoxin C5a Activity. J. Biol. Chem. 289, 32481–32487 (2014).

91.      Tomek, M. B. et al. The S-layer proteins of Tannerella forsythia are secreted via a type IX secretion system that is decoupled from protein O -glycosylation. Mol. Oral Microbiol. 29, 307–320 (2014).

92.      Bryzek, D. et al. A pathogenic trace of Tannerella forsythia - shedding of soluble fully active tumor necrosis factor α from the macrophage surface by karilysin. Mol. Oral Microbiol. 29, 294–306 (2014).

93.      Gawron, K. et al. Peptidylarginine deiminase from Porphyromonas gingivalis contributes to infection of gingival fibroblasts and induction of prostaglandin E 2 -signaling pathway. Mol. Oral Microbiol. 29, 321–332 (2014).

94.      Wilensky, A. et al. Porphyromonas gingivalis Gingipains Selectively Reduce CD14 Expression, Leading to Macrophage Hyporesponsiveness to Bacterial Infection. J. Innate Immun. 7, 127–135 (2014).

95.       Łysek, R. P. et al. Relationship between past myocardial infarction, periodontal disease and Porphyromonas gingivalis serum antibodies: A case-control study. Cardiol. J. (2013). doi:10.5603/CJ.a2017.0015